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科研人专属高压冷冻烹饪法 --- WAFFLE METHOD

更新时间:2026-11-04      点击次数:13
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庞一烜

徕卡电镜制样应用工程师

徕卡电镜制样应用工程师。深耕电镜制样与分析,服务领域横跨材料(地质、高分子、新能源、半导体)与生物(蛋白、细胞、组织),理论基础扎实,实践经验丰富。


“WAFFLE METHOD"与高压冷冻

冷冻电子断层扫描(cryo-ET)在获取生物样品的近原生状态方面高度依赖高压冷冻(HPF)技术。尤其是在处理厚度较大或结构复杂的标本时,若使用投入冷冻固定,则只能将样品玻璃化厚度限制在约5-10 μm,而HPF固定能够迅速将厚度约200 µm的样品玻璃化,截留生物样品原生超微结构的同时不形成冰晶。遗憾的是,传统HPF获得的玻璃化样品块体积过大,对于直接成像来说过厚,必须在多个维度上小心减薄——通常通过冷冻聚焦离子束(cryo-FIB)铣削——制成电子透明薄片,然后才能进行cryo-ET。这一步既技术要求高又耗时。


对此,一种基于HPF,名为“华夫饼法(WAFFLE METHOD)"的策略应运而生。该方法通过优化冷冻制样环节,大幅度降低后续cryo-FIB操作难度和时长,越发受到科研工作者的关注。该方法最先由McDonald等人在2010年为其奠定基础,并在2015年由Mahamid等人进一步调整,第一次将载网作为HPF铜盘组件之间的样品载体。随后,Kelley等人在2022年的一项研究中正式采用了 “WAFFLE METHOD"这一术语,并对其进行标准化,扩展应用到各种生物样品的高压冷冻固定。现在,越来越多的科研工作者还将“低温光电联用技术(cryo-CLEM)"纳入到此工作流程中,在FIB铣削前使用低温光镜(如Leica EM CORAL CRYO低温共聚焦显微镜)锁定ROI,进一步提高cryo-FIB环节的准确率和通量。


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图1. 投入冷冻和高压冷冻固定小立碗藓细胞效果对比。a,投入冷冻固定。最终获得的样品薄片出现明显的冰晶损伤。冰晶损伤部分被标记星号(*)。b,c,高压冷冻固定。样品分别通过“WAFFLE METHOD"和传统高压冷冻套件制备(b)和(c)。使用高压冷冻固定的样品,透射电镜下未显示出非玻璃化迹象。在(a)-(c)中,使用蓝色五边形标记出样品在不同设备间转移过程中引入的冰晶。Pöge Matthias et al. (2025).


相较于直接将样品放入上样套件的标准HPF操作而言,在该方法是将样品置于一个碳支持膜朝下的载网上(如图2所示),以便载网内在HPF固定后会形成一个厚度约为20-30 µm的玻璃化样品层,而非常规的100-200 µm厚度,从而大幅减少FIB铣削磨蚀的玻璃化冰量。且在FIB挖槽铣削过程中,载网的网格天然可为其内样品提供稳定的机械支持,进一步提高制备约200 nm样品薄片的成功率。此外,载网还能直接安装在冷冻透射电镜样品夹上,规避样品薄片在复杂转移中掉落或污染的风险。总体而言,“华夫饼法"简化制样进程的同时提高了断层扫描数据质量,日益成为cryo-ET研究领域策略。


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图2:使用“WAFFLE METHOD"的经典上样套件组装示意图。


为一次成功的“WAFFLE METHOD"准备:

在实操中,想要成功复现“WAFFLE METHOD"并非只是按照“食谱"顺序直接组装B盘、样品和载网即可。要想获得均匀自然无机械损伤的制样效果,并使脆弱的“华夫饼"从B盘组装套件中顺利取出,就要在HPF前要分别让载网和B盘做好充分准备。


1

载网:

双面亲水化:


为使样品在载网上铺展成均匀的薄液膜,我们在冷冻固定前,通常会对载网直接接触样品的一面亲水化。但在“WAFFLE METHOD"工作流中,样品在HPF固定后还要经历多设备间转移、cryo-FIB挖槽减薄等复杂操作。为进一步提升载网在全流程中的稳定性,可在套件组装阶段,在载网和底层B盘间滴加少量样品悬液或冷冻保护剂, 使这层液膜在HPF后转化成薄玻璃化冰层,为载网机械稳定性添砖加瓦。为实现这一目的,载网需预先进行双面亲水化。


镀碳膜:


当然,我们也可通过“增加支持膜厚度"的方法提升载网的机械稳定性。通常,亲水化前在载网支持膜一侧镀20-30 nm 厚的碳膜即可实现。


2

B盘:

抛光:


仔细观察金属载体B盘,你会发现其表面存在同心环状花纹,并不十分平滑。这对于传统HPF而言无伤大雅,但对于使用“WAFFLE METHOD"将薄样品和载网一起冷冻固定而言,存在较大的机械损伤隐患。对此,在实验准备阶段,我们需要机械打磨B盘,使其直接接触样品的一面平顺光滑。实操时,可先分别使用2000目、7000目、15000目砂纸逐一将铜盘梯度打磨至迎光观察光亮无痕。最后,再使用金属抛光膏精细打磨,体视镜下检验B盘平面一侧若已呈现镜面,则使用丙酮涮洗,确保抛光膏已全部去除。


预制备涂层:


为使载网在HPF后顺利从“华夫饼"套组中脱离,我们可在冷冻固定前为B盘做涂层处理。可选用1-十六碳烯孵育B盘至少15分钟,使用前侧吸掉B盘上多余液体。也可将卵磷脂粉末溶解在氯仿中(约50-100mg/mL)制成涂布剂,实验前将B盘浸入其中后取出晾干,即可在B盘表面形成一层极薄的分离涂层。在液氮下收样阶段,因为涂层的存在,只需用镊子轻戳B盘和载网边缘,即可轻松取出套组中的载网。


Leica让“WAFFLE METHOD"复现更轻松:

为进一步化简“WAFFLE METHOD"制样流程,获得更好的制样体验,Leica巧用“膜载体"上样套件,给出一种冷冻效果更好,又不用预先梯度打磨金属载体的简便“华夫饼"组装方式(如图3所示)。膜载体是直径6 mm、厚度略大于100 μm的高精平滑金片,相比于常用的铜盘或铝盘载体而言更薄更柔韧更平滑。在高压冷冻固定中使用,不但能大幅提升冷冻速率,而且能更快平衡样品两侧压力,降低机械损伤,综合提高样品玻璃态转化质量。Leica借助膜载体天生优势,将其与“WAFFLE METHOD"相融合,更高效的捕获高质的超微结构。


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图3. 中间片中的膜载体套件组装示意图。


下面将展开详细的实验操作说明,帮助大家更好理解如何使用膜套件组装“华夫饼"。(该实验方案使用酿酒酵母为测试样品,不同样本可能需要进行调整。)


材料:


Leica膜载体套件(6mm)

酿酒酵母

大豆磷脂粉末

氯仿

丙酮 (≥99.5%)


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图4. Leica膜载体上样套件。从左至右:6毫米半圆柱弹道、6毫米中间片、膜载体、占位压环。


实验准备:


1

预冷高压冷冻仪EM ICE(约20分钟)。

2

将预培养成的酵母糊与冷冻保护剂(如终浓度20% Ficoll 400)混合,制得1mg/mL的酵母悬液。

3

配制卵磷脂/氯仿溶液(约50-100mg/mL)。

4

对待使用的载网双面分别进行辉光放电。(可在载网有膜一面镀20 nm碳层,增加机械稳定性)

5

用丙酮浸泡清洗膜载体后吹干。使用前,将洗净的膜载体浸没于卵磷脂/氯仿溶液中5秒后取出,在通风橱中晾干。


实验步骤:


1

将半圆柱弹道和中间片放置于EM ICE上样台上。

2

在中间片的孔洞中按如下顺序完成“华夫饼"体系组装。

  • 放入一个占位压环在最下方,其上放置一个膜载体,平滑面向上。

  • 取2 µL酵母悬液滴加在膜载体平面上,载网支撑膜面向下置于其上,在两者之间构建一层极薄的液膜。(尽可能将载网置于膜载体中间区域)

  • 在载网网格一侧上样添加酵母悬液3-5 µL,借助移液管使其覆盖整个载网表面。

  • 将另一个膜载体平面向下置于载网上。

  • 在第二个膜载体上放置另一个占位压环,完成整个组装。

3

手指垫滤纸压紧整个套件,吸取溢出样品悬液后,立即下压另一半圆柱弹道执行高压冷冻。

4

由于已用卵磷脂/氯仿溶液为膜载体预制涂层,在液氮下使用镊子轻戳膜载体边缘即可轻松取出套件中的载网。若网格没有即刻脱离,请耐心重复“镊子轻轻触碰载网边缘"的操作,避免大力划扣拉扯损伤载网。

5

将载网安全收纳,后续将转移至电镜进行进一步分析。


请注意:在某些情况下,收样时会出现膜载体自然打开,小心收纳即可。


相关产品:

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EM Coral CLEM


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参考文献:(上下滑动查看更多)

1. Mahamid, J., et al. (2015). A focused ion beam milling and lift-out approach for site-specific preparation of frozen-hydrated lamellas from multicellular organisms. Journal of Structural Biology, 192(2), 262–269. 

2. Kelley, K., et al. (2022). „Waffle Method": A high-throughput approach for cryo-FIB lamella preparation of bulky samples. Nature Communications, 13, 2062. 

3. Schiøtz, J., et al. (2023). Serial Lift-Out for high-throughput cryo-FIB milling of large volumes. Nature Methods. 

4. Matsui, T., et al. (2024). Structural analysis of native hippocampal synapses using cryo-electron tomography. eLife, 13, e98458

5. Aya, M., et al. (2024). Cryo-electron tomographic investigation of native hippocampal glutamatergic synapses eLife 13:RP98458 

6. Berger, F., et al. (2024). High-throughput cryo-FIB lamella preparation using xenon plasma for thick, high-pressure frozen samples. bioRxiv. 

7. Pöge Matthias et al. (2025). Making plant tissue accessible for cryoelectron tomography eLife 14:RP106455. 


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